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　　囊性纤维化跨膜传导调节因子(cystic fibrosis transmembrane conductance regulator, CFTR)是一种cAMP激活的ATP门控性ABC（ATP-binding cassette, ABC）转运蛋白类离子通道蛋白，表达于气道，消化道和生殖道上皮细胞的顶部质膜中。CFTR的功能丧失导致囊性纤维化(cystic fibrosis, CF)，患者上皮HCO3-和Cl-的分泌受损，降低气道表面液体(airway surface liquid, ASL)pH，并损害呼吸道宿主防御【1-3】。通过具有特定突变的CFTR通道增加阴离子分泌可改善CF患者的气道宿主防御和肺功能【1,4】。但并非所有CFTR突变都适合这种方法，独立于CFTR起作用以促进阴离子分泌的小分子离子通道则可以规避这些限制【5】。多项研究表明，肽或小分子离子通道、转运蛋白和载体等可以促进CFTR缺陷细胞中的Cl-转运和/或CFTR缺陷上皮细胞中电流电位的变化【6】。然而，目前尚不清楚这种方法是否可以改善宿主的气道防御。

　　两性霉素B（AmB）是一种天然小分子抗真菌剂，其与甾醇（真菌细胞膜的组分）结合形成一价离子通道，导致真菌细胞一价离子（K +，Na +，H +和Cl-等）快速泄漏随后死亡。当AmB与甾醇的摩尔比大于1时AmB会对人类产生毒性【7,8】，这些证据允许研究人员将AmB的通道活性与其细胞毒性合理地分离，使用低浓度的AmB形成离子通道，从而在CF患者的临床实验中有所运用。

两性霉素（AmB）结构，图片来源Wikipedia

　　近日，伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校的研究人员在 Nature 上发表题为Small molecule ion channels increase host defences in cystic fibrosis airway epithelia 的文章，报道了添加低浓度AmB可恢复CF患者气道上皮细胞中ASL的pH，粘度和抗菌活性。实验证明，AmB形成的非选择性小分子离子通道可以通过独立于CFTR的机制恢复CF患者气道上皮细胞的宿主防御。

　　研究人员经实验证明，低浓度的AmB不仅增加了由不同突变导致的CF患者气道上皮细胞中ASL的pH并促进HCO3-分泌，同样也增加了不携带CFTR突变的气道上皮细胞ASL的pH和HCO3-分泌，尽管AmB缺乏离子选择性，但AmB通道在功能上与驱动阴离子分泌的内源性外侧蛋白质相互作用。随后，研究人员测试了AmB对人气道上皮细胞分化的原代培养物中宿主气道的防御能力，结果发现CF气道上皮培养物ASL粘度增加，抗菌活性降低，AmB的添加使CF上皮细胞中ASL对细菌杀伤力增强。

　　在进一步的实验中，研究人员发现CF患者上皮细胞中ASL的pH随着AmB浓度的增加而增加但随后会下降。于是研究人员选用了AmBisome(一种经FDA批准的脂质体制剂，含有1：2.5比例的AmB和胆固醇【9】)，发现AmBisome在脂质体中引起HCO3-外排，添加AmBisome后使得CuFi-1上皮细胞(CFTR杂合突变株：G551D/ΔF508)中ASL的pH和HCO3-分泌增加，并且大范围的AmBisome浓度增加依然增加ASL的pH。在CF猪模型的运用实例中【10】，通过添加AmBisome增加了CFTR-/-猪ASL的pH。

　　综上，AmB通道独立于CFTR，转运一价阴离子和阳离子，其能增加CF气道上皮细胞HCO3-的分泌、增加ASL的pH并改善抗菌活性。此文及其前期一系列报道，揭示了AmB可作为一种非CFTR依赖的方法来治疗CF患者，由于这种机制与CFTR活性无关，因此CFTR调节剂也有可能产生累加效应【4,11】。此外，AmB已经是临床上批准的药物，AmBisome制剂可以安全地输送到肺部治疗肺部真菌感染，而不会产生明显的全身暴露【12,13】，这些结果可能对CF患者有益。

　　参考文献

　　1. Ratjen, F. et al. Cystic fibrosis. Nat. Rev. Dis. Primers 1, 15010 (2015).

　　2. Quinton, P. M. The neglected ion: HCO3−. Nat. Med. 7, 292–293 (2001).

　　3. Shah, V. S. et al. Airway acidification initiates host defense abnormalities in cystic fibrosis mice. Science 351, 503–507 (2016).

　　4. Ramsey, B. W. et al. A CFTR potentiator in patients with cystic fibrosis and the G551D mutation. N. Engl. J. Med. 365, 1663–1672 (2011).

　　5. Oliver, K. E., Han, S. T., Sorscher, E. J. & Cutting, G. R. Transformative therapies for rare CFTR missense alleles. Curr. Opin. Pharmacol. 34, 76–82 (2017).

　　6. Koulov, A. V. et al. Chloride transport across vesicle and cell membranes by steroid-based receptors. Angew. Chem. Int. 42, 4931–4933 (2003).

　　7. Anderson, T. M. et al. Amphotericin forms an extramembranous and fungicidal sterol sponge. Nat. Chem. Biol. 10, 400–406 (2014).

　　8. Cioffi, A. G., Hou, J., Grillo, A. S., Diaz, K. A. & Burke, M. D. Restored physiology in protein-deficient yeast by a small molecule channel. J. Am. Chem. Soc. 137, 10096–10099 (2015).

　　9. Monforte, V. et al. Nebulized liposomal amphotericin B prophylaxis for Aspergillus infection in lung transplantation: pharmacokinetics and safety. J. Heart Lung Transplant. 28, 170–175 (2009).

　　10. Abou Alaiwa, M. H. et al. Repurposing tromethamine as inhaled therapy to treat CF airway disease. JCI Insight 1, e87535 (2016).

　　11. Van Goor, F. et al. Rescue of CF airway epithelial cell function in vitro by a CFTR potentiator, VX-770. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 18825–18830 (2009).

　　12. Monforte, V. et al. Nebulized liposomal amphotericin B prophylaxis for Aspergillus infection in lung transplantation: pharmacokinetics and safety. J. Heart Lung Transplant. 28, 170–175 (2009).

　　13. Ringden, O. et al. Efficacy of amphotericin B encapsulated in liposomes (AmBisome) in the treatment of invasive fungal infections in immunocompromised patients. J. Antimicrob. Chemother. 28, 73–82 (1991).